بررسی اثرات ضد میکروبی عصاره اتانولی پولک بر گونه‌های کورینه‌باکتریوم تولیدکننده بیوفیلم

نوع مقاله : مقاله کامل علمی پژوهشی

نویسندگان

1 استادیار، گروه علوم درمانگاهی، دانشکده دامپزشکی، دانشگاه تبریز، ایران

2 دانشیار، گروه علوم و صنایع غذایی، دانشکده کشاورزی و منابع طبیعی اهر، دانشگاه تبریز، ایران

چکیده

سابقه و هدف: وظیفه حصول اطمینان از بهداشت و ایمنی عمدتاً بر عهده تولیدکننده‌گان است که معمولاً در فواصل بین چرخه‌های تولید انجام می‌شود. بیوفیلم‌ها توسط انواع میکروارگانیسم‌ها تشکیل می‌شوند که یک شبکه ساختاری ایجاد کرده و با یک لایه مواد پلیمری خارج سلولی احاطه میشوند. این میکروارگانیسم‌ها ممکن است به یک سطح چسبیده یا آزادانه در یک محیط مایع معلق باشند. اگرچه ضدعفونی‌کننده‌های بر پایه کلر معمولاً برای حذف میکرواب‌های تولید کننده بیوفیلم استفاده می‌شوند، اما قرار گرفتن طولانی‌مدت در معرض کلر ممکن است منجر به ظهور مقاومت باکتریایی شود که اغلب با مقاومت متقاطع آنتی‌بیوتیکی مرتبط است. گیاه دارویی Stachys مجموعه‌ای متنوع از گیاهان دارویی با قابلیت بالایی در سنتز طیف گسترده ترکیبات طبیعی مانند فنولیک اسیدها، فلاونوئیدها، گلیکوزیدهای فنیل اتانوئید و فنیل پروپانوئید، ساپونینها، ایریدوئیدها، دیترپنوئیدها و استروئیدها دارد. این ترکیبات دارای طیف وسیع فعالیتهای بیولوژیکی هستند. این مطالعه به منظور بررسی خواص ضدمیکروبی عصاره Stachys schtschegleevii بر گونه‌های کورینه‌باکتریوم تولیدکننده بیوفیلم در آب انجام شده است.
مواد و روشها: برای این منظور برگ و گل گیاه پولک (Stachys schtschegleevii) از منطقه ارسباران جمع‌آوری شد و پس از خشک کردن در سایه و آسیاب، عمل استخراج به روش خیساندن سرد (ماسراسیون)، با حلال هیدرواتانولی (70٪ اتانول و 30٪ آب) به مدت چهار روز با همزدن مداوم مخلوط پودر-حلال با استفاده از همزن آزمایشگاهی انجام شد. عصاره‌ پولک در غلظتهای mg mL-1 200 و کمتر از طریق رقت‌سازی سریالی به منظور ارزیابی فعالیت ضدمیکروبی آن تهیه شد. آنالیز ترکیبات زیست‌فعال عصاره مانند محتوای فنول کل، فلاونوئید کل و ظرفیت آنتی‌اکسیدانی عصاره هیدرواتانولی پولک و نیز ارزیابی تولید بیوفیلم با روش صفحه کشت بافت انجام گردید.
یافتهها: با محاسبه میانگین چگالی نوری برای چاهک‌ها، در جدایه S1-6A میانگین تیتر الایزا 477/0 بدست آمد که مقایسه آن با چاهک شاهد نشان داد که از نظر تولید بیوفیلم قوی می‌باشد. میانگین چگالی نور درآزمون الایزا برای جدایه S2-4، 281/0 ثبت شد که قدرت متوسط این گونه برای تولید بیوفیلم را نشان می‌دهد. همچنین نتایج میانگین چگالی نوری برای جدایه‌های S1-7 و S2-3A که به ترتیب 108/0 و 138/0 حاکی از آن بود که این دو جدایه از نظر تولید بیوفیلم ضعیف بودند. عصاره هیدرواتانولی مورد استفاده در این تحقیق حداقل غلظت مهارکنندگی را در محدوده mg mL-1 100- 5/12 برای چهار گونه کورینه‌باکتریوم نشان داد. حداقل غلظت کشندگی mg mL-1 25 در برابر گونه کورینه‌باکتریوم با کد S1-6A، mg mL-1 50 در برابر گونه کورینه‌باکتریوم با کد S1-7، mg mL-1 200 در برابر گونه کورینه‌باکتریوم با کد S2-3A و mg mL-1 50 در برابر گونه کورینه‌باکتریوم با کد S2-4 به‌دست آمد.
نتیجهگیری: جایگزینی ترکیبات شیمیایی مضر و خطرناک با ترکیبات آلی و گیاهی به طور قابلتوجهی باعث مهار باکتری‌های تشکیل‌دهنده بیوفیلم شده و مؤثرتر از روش‌های ضدعفونی رایجاست. عصاره پولک تأثیر قابلتوجهی بر گونه‌های کورینه‌باکتریوم در شرایط آزمایشگاهی (In vitro) در مقایسه با ضدعفونی‌کننده مرسوم (هیپوکلریت سدیم) در غلظت mg L-1 3 داشت.

کلیدواژه‌ها

موضوعات

عنوان مقاله [English]

Assessing antimicrobial effects of hydroethanolic poulk extract on biofilm producing Corynebacterium spp.

نویسندگان [English]

  • Hamed Jafarzadeh 1
  • Boukaga Farmani 2
  • Samad Bodbodak 2
1 Assistant Professor, Department of Clinical Sciences, Faculty of Veterinary Medicine, University of Tabriz, Tabriz, Iran
2 Associate Professor, Department of Food Science and Technology, Ahar Faculty of Agriculture and Natural Resources, University of Tabriz, Tabriz, Iran
چکیده [English]

Background and Objective: Biofilms are formed by various microorganisms that form a structural network and are surrounded by a layer of extracellular polymeric substances. These microorganisms may be attached to a surface or freely suspended in a liquid medium. Although chlorine-based disinfectants are commonly used , prolonged exposure to chlorine may lead to the emergence of bacterial resistance, often associated with antibiotic cross-resistance. The medicinal plant of Stachys is a diverse group of medicinal plants with a high capacity to synthesize a wide range of natural compounds such as phenolic acids, flavonoids, phenylethanoid and phenylpropanoid glycosides, saponins, iridoids, diterpenoids, and steroids. These compounds have a wide range of biological activities. This study was conducted to investigate the antimicrobial properties of Stachys schtschegleevii extract on biofilm producing Corynebacterium spp. .
Materials and Methods: Leaves and flowers of Stachys schtschegleevii were collected from the Arasbaran region. After drying in the shade and grinding, extraction was performed by cold maceration with hydroethanolic solvent (70% ethanol and 30% water) for four days with continuous stirring of the powder-solvent mixture using a laboratory shaker. The Stachys schtschegleevii extract was prepared at concentrations of 200 mg mL-1 and lower concentrations through serial dilution to evaluate its antimicrobial activity. The bioactive compounds of the extract were analyzed to determine the content of total phenols, total flavonoids, and antioxidant capacity. The biofilm production was evaluated using the tissue culture plate method.
Results: The optical density of the wells was obtained by the ELISA method. The average optical density of isolate S1-6A was 0.477, which showed high-strength biofilm production compared to the control well. The average optical density for isolate S2-4 was 0.281, which showed the medium strength of this isolate in biofilm production. Also, the average optical density results for isolates S1-7 and S2-3A were 0.108 and 0.138, respectively, indicating that these two isolates were weak in biofilm production. The hydroethanolic extract used in this study showed 12.5-100 mg mL-1 minimum inhibitory concentration for four Corynebacterium spp. The minimum bactericidal concentration was 25 mg mL-1 against Corynebacterium spp code S1-6A, 50 mg mL-1 against Corynebacterium spp code S1-7, 200 mg mL-1 against Corynebacterium spp code S2-3A, and 50 mg mL-1 against Corynebacterium spp coded S2-4, all of which were isolated from an industrial layer pullet farm.
Conclusion: Replacing harmful and hazardous chemical compounds with organic and plant compounds has significantly increased the inhibition of biofilm-forming bacteria and has been proven more effective than traditional disinfection methods. The poulk extract had a significant effect on Corynebacterium spp. in vitro compared to the conventional disinfectant (sodium hypochlorite) at a concentration of 3 mg L-1.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Corynebacterium
  • biocontrol
  • biofilm
  • poulk extract

مراجع

  1. 1.عیسی‌زاده، ع.، یاورمنش، م. و محمدی ثانی، ع. (1395). خواص ضد‌باکتریایی عصاره‌های آبی و الکلی اسفناج (واریته مشهد) روی شاخص‌های باکتریایی. نشریه فرآوری و نگهداری مواد غذایی، 8(2)، 106-91.

    2. نوشاد، م.، علیزاده بهبهانی، ب.، دهقانی، س. (1399). بررسی تأثیر روش استخراج با آب و اتانول بر بازده استخراج، ترکیبات فنولی، فعالیت آنتی‌اکسیدانی و ضدمیکروبی عصاره گیاه پولک. مجله علوم و صنایع غذایی ایران، ۱۷(۱۰۰)، ۱۱۷-۱۲۵.

    1. Abbas, T.E.E., Elzubeir, E.A., & Arabbi, O.H. (2008). Drinking water quality and its effects on broiler performance during winter season. International Journal of Poultry Science, 7(5), 433-39.
    2. Flemming, H.C., & Wingender, J. (2010). The biofilm matrix. Nature reviews. Microbiology, 8(9), 623-633.
    3. Hall-Stoodley, L., Costerton, J.W., & Stoodley, P. (2004). Bacterial biofilms: from the natural environment to infectious diseases. Nature reviews. Microbiology, 2(2), 95-108.
    4. Cox, G., & Wright, G.D. (2013). Intrinsic antibiotic resistance: mechanisms, origins, challenges and solutions. International journal of medical microbiology, 303(6-7), 287-292.
    5. Xiao, X., Bai, L., Wang, S., Liu, L., Qu, X., Zhang, J., Xiao, Y., Tang, B., Li, Y., Yang, H., & Wang, W. (2022). Chlorine Tolerance and Cross-Resistance to Antibiotics in Poultry-Associated Salmonella Isolates in China. Frontiers in microbiology, 12, 833743.
    6. Mondal, D. (2022). Effect of Biofilm on Production of Poultry. IntechOpen. Mosaddegh, M., & Naghibi, F. (2002). Irans Traditional Medicine: Past and Present. Traditional Medicine and Materia medica, Vol. 1, Published TMRC, Tehran, Iran, 2-20. (In Persian).
    7. Mateus-Vargas, R.H., Kemper, N., Volkmann, N., Kietzmann, M., Meissner, J., & Schulz, J. (2019). Low-frequency electromagnetic fields as an alternative to sanitize water of drinking systems in poultry production? PLOS ONE, 14(7), e0220302.
    8. Maes, S., Vackier, T., Nguyen Huu, S., Heyndrickx, M., Steenackers, H., Sampers, I., Raes, K., Verplaetse, A., & De Reu, K. (2019). Occurrence and characterisation of biofilms in drinking water systems of broiler houses. BMC microbiology, 19(1), 77.
    9. Vandenbos, F., & Nicolaï, C. (2016). Acute exacerbation of bronchiectasis: imputability of a Corynebacterium striatum infection? Revue des maladies respiratoires, 33(5), 409-410. WHO Traditional Medicine Strategy, 2002-2005, Geneva 2002:1-3, 43-47.
    10. Burkovski, A. (2013). Diphtheria and its etiological agents, In Corynebacterium diphtheria and related toxigenic species. A. Burkovski (ed) Springer, Dortrecht, 1-14.
    11. Bonmarin, I., Guiso, N., Le Fleche-Mateos, A., Petery, O., Patrick, A.D., & Levy-Bruhl, D. (2009). Diphtheria: a zoonotic disease in France? Vaccine, 27 (31), 4196-4200.
    12. Alem, W.T. (2024). Effect of herbal extracts in animal nutrition as feed additives. Heliyon, 10(3), e24973.
    13. Bahadori, M.B., Zengin, G., Dinparast, L., & Eskandani, M. (2020). The health benefits of three Hedgenettle herbal teas (Stachys byzantina, Stachys inflata, and Stachys lavandulifolia) - profiling phenolic and antioxidant activities. European Journal of Integrative Medicine, 36, 101134.
    14. Rezazadeh, S., Kebryaeezadeh, A., Morteza, Pirali-Hamedani, Shafiee, A., & Isfahani, S.G. (2005). Anti-inflammatory and analgesic activity of methanolic extracts of aerial parts of Stachys schtschegleevii Sosn. and Stachys balansae Boiss. and Kotschy ex Boiss in rats. DARU Journal of Pharmaceutical Sciences, 13(4), 165-169.
    15. Shakeri, A., D'Urso, G., Taghizadeh, S.F., Piacente, S., Norouzi, S., Soheili, V., Asili, J., & Salarbashi, D. (2019). LC-ESI/LTQOrbitrap/MS/MS and GC-MS profiling of Stachys parviflora L. and evaluation of its biological activities. Journal of pharmaceutical and biomedical analysis, 168(25), 209-216.
    16. Singleton, V.L., Orthofer, R. & Lamuela-Raventos, R.M. (1999) Analysis of Total Phenols and Other Oxidation Substrates and Antioxidants by Means of Folin-Ciocalteu Reagent. Methods in Enzymology, 299, 152-178.
    17. Chang, C.C., Yang, M.H., Wen, H.M., & Chern, J.C. (2002). Estimation of total flavonoid content in propolis by two complementary colometric methods. Journal of Food and Drug Analysis, 10(3), Article 3.
    18. Chen, M., Zhao, Y., & Yu, S. (2015). Optimisation of ultrasonic-assisted extraction of phenolic compounds, antioxidants, and anthocyanins from sugar beet molasses. Food chemistry, 172, 543-550.
    19. Patel, J., Patel, B.J., Joshi, D.V., Patel, S.S., Raval, S., Parmar, R.S., Harshad, C., & Chandel, B.S. (2017). Culture Based Isolation of Pathogenic Bacteria Associated with Respiratory Disease Complex in Broiler with Special Reference to Ornithobacterium rhinotracheale from India. Journal of Pure and Applied Microbiology, 11, 1919-1924.
    20. Abed, A. & Sedik, A., & Shany, S. (2021). molecular characterization of streptococcus and enterococcus species isolated from broiler chickens. Assiut Veterinary Medical Journal, 67, 21-32.
    21. Christensen, G.D., Simpson, W.A., Younger, J., Baddour, L., M., Barrett, F., Melton, D.M., & Beachey, E.H. (1985). Adherence of coagulase-negative staphylococci to plastic tissue culture plates: a quantitative model for the adherence of staphylococci to medical devices. Journal of clinical microbiology, 22(6), 996-1006.
    22. Saify, H., Patidar R.K., Khare, M, Sahare, K.N., & Singh, V. (2013). Difference in biofilm development capability of vancomycin and ciprofloxacin resistant Staphylococcus aureus clinical isolates. Research Journal of Infectious Diseases, 1, 1-4.
    23. Harika, K., Shenoy, V.P., Narasimhaswamy, N., & Chawla, K. (2020). Detection of Biofilm Production and Its Impact on Antibiotic Resistance Profile of Bacterial Isolates from Chronic Wound Infections. Journal of global infectious diseases, 12(3), 129-134.
    24. Touré, R., Kheadr, E., Lacroix, C., Moroni, O., & Fliss, I. (2003). Production of antibacterial substances by bifidobacterial isolates from infant stool active against Listeria monocytogenes. Journal of applied microbiology, 95(5), 1058-1069.
    25. Balouiri, M., Sadiki, M., & Ibnsouda, S. K. (2016). Methods for in vitro evaluating antimicrobial activity: A review. Journal of pharmaceutical analysis. 6(2), 71-79.
    26. Stegăruș, D.I., Lengyel, E., Apostolescu, G.F., Botoran, O.R., & Tanase, C. (2021). Phytochemical analysis and biological activity of three Stachys species (Lamiaceae) from Romania. Plants, 10(12), 2710.
    27. Amini, M., Hosseini, S. M., & Naghdi Badi, H. (2020). Phytochemical composition and antimicrobial activity of Stachys schtschegleevii extract. Journal of Ethnopharmacology, 245, 112-120.
    28. Zhang, L., Wang, Y., & Chen, X. (2019). Antibacterial mechanisms of plant-derived flavonoids against Gram-positive bacteria. Frontiers in Microbiology, 10, 1583.
    29. Górniak, I., Bartoszewski, R., & Króliczewski, J. (2018). Metabolic disruption in bacteria induced by polyphenols: A review. Phytochemistry Reviews, 17(5), 1025-1042.
    30. Saleem, H., Zengin, G., & Locatelli, M. (2021). Oxidative stress-mediated bacterial inhibition by medicinal plant extracts: Mechanisms and implications. Antioxidants, 10(3), 423.
    31. Bernard, K. (2012). The Genus Corynebacterium and Other Medically Relevant Coryneform-Like Bacteria. Journal of clinical microbiology, 50, 3152-8.
    32. Enurah, L., Olubade, T., Nwamo, A., & Sadiku, R. (2016). An outbreak of Corynebacterium diphtheriae infection in broiler chickens in Lagos, Nigeria. Global Journal of Medical Research, 16(G1), 7-
    33. Alibi, S., Ferjani, A., & Boukadida, J. (2016). Implication of Corynebacterium species in food’s Journal of Coastal Life Medicine, 4(5), 416-419.
    34. Sarker, S.D., Nahar, L., & Kumarasamy, Y. (2007). Microtitre plate-based antibacterial assay incorporating resazurin as an indicator of cell growth, and its application in the in vitro antibacterial screening of phytochemicals. Methods (San Diego, Calif.), 42(4), 321-324.
    35. Huber, B., Eberl, L., Feucht, W., & Polster, J. (2003). Influence of polyphenols on bacterial biofilm formation and quorum-sensing. Zeitschrift fur Naturforschung. C, Journal of biosciences, 58(11-12), 879-884.
    36. Jassbi, A.R., Miri, R., Asadollahi, M., Javanmardi, N., & Firuzi, O. (2013). Cytotoxic, antioxidant and antimicrobial effects of nine species of woundwort (Stachys) plants. Pharmaceutical Biology, 52(1), 62-67.
نشریه فرآوری و نگهداری مواد غذایی
دوره 17، شماره 1
فروردین 1404
صفحه 17-33

فایل ها

هم رسانی

ارجاع به این مقاله

آمار